Transportadores de glucosa y ejercicio físico.

Dra. Patricia S. Minuchin

Resumen:

    La información científica disponible acerca de la regulación de la entrada de glucosa a la célula muscular es amplia y ha crecido exponencialmente en los últimos años debido a las nuevas técnicas de estudio. Hasta hace poco tiempo, se pensaba que este mecanismo dependía exclusivamente de la insulina y su receptor en la membrana.  Hoy se sabe que el ejercicio puede estimular el transporte de glucosa hacia el interior de la célula muscular por una cascada de activación diferente que el de la insulina, y sin su presencia (durante el ejercicio y por un determinado tiempo postejercicio). Esto es sumamente importante, no sólo a tener en cuenta como recurso terapéutico para las personas que padecen diabetes, sino también para los deportistas que dependen de sus reservas de glucógeno muscular para posponer la fatiga. 

Química y clasificación de los transportadores de glucosa:
    Los Gluts son una familia de proteínas con una secuencia determinada, codificada por diferentes genes. Todos los Gluts tienen una estructura en común de 12 zonas hidrófobas que permanecen en contacto con una membrana (citoplasmática o del Sistema retículo endoplasmático) de las células, mientras que las terminaciones amino en un extremo y carboxi en otro extremo son intracitoplasmáticas. Se han identificado 12 Gluts. Se numeran según su orden de descubrimiento. El primero (Glut1), se identificó en 1985. Algunos se ubican en todas las células, mientras que otros sólo en algunos tejidos u órganos. Los más relacionados con el ejercicio son el Glut1 y Glut4.

GLUT1:
   
Se encuentra en todas las células . Tienen una elevada afinidad por la glucosa, aunque también por la galactosa. Su función principal sería la de mantener la glucosa basal en la célula y posibilitar la entrada de glucosa en reposo. No aumenta en el músculo con el entrenamiento, ni consumiendo carbohidratos durante y posterior al entrenamiento. Tampoco lo aumenta el ayuno. Aumentan su expresión en las hipoglucemias por lo que trataría de proteger al cerebro de las mismas (se encuentra disminuido en algunas epilepsias refractarias al tratamiento en niños con glucemias normales pero reducción de la glucosa cerebroespinal). El glut1 y glut2 se han hallado en cerebros de fetos de 10 a 21 semanas (etapas tempranas del desarrollo) con lo que se sugiere que interviene en el desarrollo del SNC (10).
    La insulina estimula el Glut4 que se halla en túbulos transversos para que se dirijan a la membrana celular y así captar glucosa (2). Sin embargo, no parecería alterar la posición o distribución de los Glut1 ya presentes en el sarcolema. La glucosa, una vez dentro del músculo, se queda para unirse a un fosfato, y luego, depositarse como glucógeno.
    Otro estudio demuestra que el Glut1 aumenta tras 31 días (no antes ) de ejercicio aeróbico (2 hs, al 60% del Vo2 máximo) a diferencia del Glut4 que, como veremos mas adelante, aumenta en sólo 5 días (53).

GLUT4:
    Se expresa en tejido adiposo y en el músculo (cardíaco y esquelético).
    Estaría relacionado a la incorporación de glucosa mediada por insulina, que afecta los túbulos transversos en la fibra muscular, pero muchos estudios prueban que existe un mecanismo no insulino dependiente, como veremos más adelante. 
    El Glut4 está presente en vesículas intracitoplasmáticas. Ante la ingesta de alimentos se dirigen a la membrana celular donde se fusionan ,quedando expuesto al medio extracelular y capturando la glucosa.    Esto ocurre por la fosforilación de la tirosina presente en la subunidad beta del receptor insulínico lo cual sería la señal que la insulina unida al receptor provoca para que el Glut4 capte glucosa , pero está probado que con el ejercicio la señal sería otra (47). 
    El ejercicio aumenta la expresión de glut4 permitiendo este mecanismo de traslación hacia la membrana celular y aumentando la captación de glucosa aún sin insulina (2). 
    El músculo denervado tiene menor concentración de Glut4, lo que sugiere una relación directa del Glut4 con la actividad neuromuscular. 
    La estimulación eléctrica de éstos músculos denervados (10 Hz, 8 hs/d por 20 días) aumentan su contenido de Glut4 y también de la citrato sintetasa . La estimulación por 30-40 días no aumenta más los Glut4 pero sí continúa aumentando la citrato sintetasa. A los 60-90 días se encuentra el plateau de la citrato sintetasa. Esto sugiere que el Glut4 y la citrato sintetasa aumentan con la actividad neuromuscular, aunque su vida media sea diferente (17).
    Algunos estudios recientes demuestran que el ejercicio aumenta la transcripción genética del Glut4 dependiente de la concentración de energía intracelular y la concentración de calcio (31). Sería la disminución en la concentración de ATP intramuscular inducida por el ejercicio, lo que estimula el aumento de Glut4 y de la enzima Citrato sintetasa (enzima que transforma la Acetyl CoA en citrato, precursor de ácidos grasos en el ciclo de Krebs). Ciertos ácidos grasos no esterificados también inhiben a la citrato sintetasa (12).
    El ejercicio a través del AMP, activado por la proteín kinasa trasladaría a los Glut4 a la membrana (32). La AMPK (AMP kinasa, isoforma alfa 2 ) aumenta entonces la traslocación del Glut4 y aumenta también la oxidación de ácidos grasos (57).
    También el ejercicio mejora la distribución de las vesículas reclutándolas en la superficie celular. En la DBT tipo 2 estaría fallando este mecanismo de traslocación .No la cantidad de glut4 muscular, sino su mecanismo (la transducción de la insulina con su receptor estaría dependiente del sustrato 1-fosfatidil-inositol 3-kinasa que sí estaría alterado en la DMNID (26)(29). También se hallaron anomalías genéticas en la expresión del Glut4 del tejido adiposo, pero el ejercicio físico modifica la proteín kinasa asociada al aumento de la transcripción del Glut4 en el tejido muscular(27).
    Se han hecho estudios de lo que sucede con la célula adiposa ante el ejercicio en ratas, y se llegó a la conclusión que el ejercicio aumenta la traslación insulinodependiente del Glut4 en la célula adiposa, (aunque el tamaño del adipocito disminuye por uso de su reserva de sustrato) (45).
    En adipositos se ha encontrado que los AGL reducen la expresión genética del Glut4 (56). Quizás este sea el mecanismo por el cual ante la presencia de AGL , disminuye la captación de glucosa a nivel celular (a través de inhibir a su transportador pero por su mecanismo insulino dependiente). Un estudio demuestra que el lactato disminuye la utilización de la glucosa en fibras tipoI (pero no en las tipo II). Y se halló una disminución correlativa de Glut4 RNAm. O sea que actúa a nivel génico. El lactato también aumentó la PDH (piruvato dehidrogenasa) y su RNAm también. O sea, que el lactato declinaría la utilización de glucosa a través de su transportador, sin embargo, aumenta el glucógeno muscular. No se sabe aún si por acción directa sobre la hexoquinasa o por aumento de la gluconeogénesis hepática (56).
    Algunos estados patológicos como la diabetes y la obesidad que cursan con hiperlactacidemia crónica, podrían ser una causa fisiopatológica mas de la insulino resistencia (56).
    Aparentemente, el ayuno postejercicio aumenta el RNAm del Glut4, pero es la disponibilidad de glucosa la que aumenta la expresión de Glut4 en la membrana. Los dos mecanismos regularían la captación muscular de glucosa y protegerían al músculo contra la hipoglucemia postejercicio (11)Las fibras lentas poseen una mayor respuesta de depleción ante ejercicios aeróbicos, y una mayor repleción post ejercicio. Esta última respuesta se ve aumentada con la suplementación con carbohidratos durante y post ejercicio.
    Y es proporcional a la concentración de glut4 (en ambas fibras). Sin embargo, la suplementación con carbohidratos parece disminuir el RNAm, por lo que el aumento del gut4 y del glucógeno muscular cuando se suplementa, estaría determinado por un mecanismo insulino dependiente que optimiza la traslocación del RNAm. Se deduce que el aumento de Glut4 tiene dos controles: 
1)Pretraslación (dependiente del RNAm ) que se estimula con el ejercicio, pero no con el ayuno o la suplementación con carbohidratos sola. 
2) Traslacional: la suplementación optimiza la traslación del Glut4 solo con el ejercicio (a pesar de disminuir el RNAm) comparado con el ejercitado en ayunas (20).
    Los patrones de resíntesis de glucógeno muscular postejercicio tienen 2 fases.
    La primera fase rápida es insulino-independiente, (es la primera hora post-ejercicio) ésta es seguida por una fase más lenta insulino-dependiente.
    Por otro lado parecería que el aumento de glucógeno muscular, autolimita su síntesis, como un mecanismo de autorregulación que protegería al músculo de la hipercompensación contra niveles dañinos para la misma fibra muscular. Los mecanismos íntimos aún se desconocen, pues la actividad de síntesis de glucógeno disminuye (si el glucógeno muscular está aumentado), aunque aumente el Glut4 y la hexoquinasa postejercicio. Posiblemente tenga que ver con la disminución de la sensibilidad a la insulina (6) ó con las moléculas de proglucógeno (75%) mas utilizable y las de macroglucógeno (25%), menos utilizables y más unidas a las vesículas de Glut4  (hipótesis de Adam, Tarnopolski,98’). Y no existirían diferencias entre sexo masculino y femenino en la proporción de pro y macroglucógeno (sí en la cantidad total de glucógeno que es menor en la mujer sólo por menor ingesta calórica) (54).
    Sin embargo recién se probó la corta vida media del glut4 con el trabajo de Helen Host, John Holloszi y col. (19) Ellos entrenaron 2 grupos, uno por 5 días y otro por 5 semanas. (6 hs por día = dos veces 3 hs separadas por 45 minutos de descanso) y los compararon con controles no entrenados. 
    El glut4 aumentó un 90% (inesperadamente más que en los trabajos anteriores), la citrato sintetasa un 23%, y la hexoquinasa un 28% en los que entrenaron por 5 días (respecto de los controles) y valores similares a los que se entrenó 5 semanas (aumentó 2,5 veces la glut4). Se midió el glut4 por anticuerpos monoclonales y luego por densitometría . 
    Pero 40 hs post ejercicio los valores de glut4 ya eran similares a los del grupo control, tanto en los que entrenaron 5 días como 5 semanas. La hexoquinasa y la citrato sintetasa a las 40 hs aún estaban aumentadas. Esto significa que la vida media del glut4 oscila de 8-10 hs, a diferencia de la vida media de la citrato sintetasa que es de 7 días. 
    El ejercicio aumenta el glut4 por corto tiempo, y aumenta la sensibilidad a la insulina por más tiempo, lo que aumenta el glucógeno muscular aún cuando los glut4 descendieron a niveles de reposo. Esta sensibilidad se revierte proporcionalmente a la supercompensación de glucógeno, producida al ingerir carbohidratos durante y postejercicio) por mecanismos íntimos aún no muy estudiados.

Conclusiones:
·El estímulo eléctrico aumenta el glut4 
·La fase temprana post-ejercicio: es independiente de la insulina (aumenta el RNAm del glut4 y su síntesis) 
·La insulina estimula glut4 especialmente en la fase tardía (5 a 24 hs postejercicio)
·La suplementación con carbohidratos durante y postejercicio aumenta los niveles de glucógeno muscular (aunque disminuye el RNAm del glut4).
·Cuando el glucógeno muscular es muy alto, su síntesis no aumenta postejercicio aunque aumente el Glut4 y la hexoquinasa, posiblemente por aumento de la sensibilidad a la insulina
·El glut4 tiene una vida media breve (importante la ejercitación diaria para DBT II)
·El ejercicio reduce la posibilidad de desarrollar DBT II (39)
·La creatina ayuda a que el Glut4 no disminuya a causa de una inmovilización y se recupere mas rápidamente el glucógeno muscular tras 3 semanas de rehabilitación.

Futuras direcciones:
    Durante mucho tiempo se ha tratado de saber cuáles son los mecanismos que regulan la captación de glucosa por la célula muscular. Hoy en día se sabe que las señales celulares son muchas y aún no se conocen todas, pero la insulina no es la única señal que permite la entrada de glucosa , como se pensaba antiguamente. El ejercicio , por mecanismos de cascada de activación diferentes produce un aumento en su transportador de membrana.
    Esto debe ser utilizado no sólo para tratar a personas con diabetes, sino para saber qué, cuánto y cuándo es el momento de ingerir alimentos ricos en carbohidratos, mejorando así la carga de glucógeno muscular y posponiendo la fatiga.
    Si bien sabemos que estadísticamente los partidos se “ganan” en los segundos tiempos; una de las respuestas posibles es que aquellos deportistas que estén menos agotados podrán realizar técnicamente lo mismo en los segundos tiempos de lo que realizaron los primeros 45 minutos. Por lo que aquellos que optimicen sus reservas glucogénicas junto a una preparación física adecuada (periodización de la nutrición junto con el entrenamiento) tendrán mas chance de convertir mas goles. La nutrición, muchas veces “hace la diferencia”.

(1) Dr. G. Waeber Dr. G. Waeber “Transportadores de glucosa” Diabetographia 2000; 26: 2-5
(2) A.Zorzano y col “Insuline-induced redistribution of glut4 glucose carriers in the muscle fiber” Diabetes 45 (suppl.1):S70-81,1996
(3) K. Rett y col “Insulin-induced transporter translocation in cardiac muscle Tissue is mimicked by bradykinin” Diabetes 45 (suppl 1): S66-S99,1996
(4) P. Hespel y col Significance of insulin for glucose metabolism in skeletal muscle during contractions Diabetes 45 (supl.1): S99-S104, 1996
(5) H. Wan et al. Intracerebroventricular administration of antisense oligodeoxynucleotide against glut2 transporter mRNA reduces food intake, body weight change and glucoprivic feeding response in rats. The Journal of Nutrition Vol. 128 No. 2 February 1998, pp 287-291
(6) Hollosky J., Host H. et al glycogen supercompensation mask the effect of a training-induced increase in glut4 on muscle glucose transport  J. Apll. Physiol. 85 (1):133-138,1988.
(7) Burnham. R. et al Funcional electrical stimulation exercise increases GLUT1 and GLUT4 in paralyzed skeletal muscle Metabolism. 1999 nov; 48(11): 1409-13
(8) Schwaiger M. et al Myocardial glucose transporter GLUT1: traslocation induced by insulin and isquemia J-Mol-Cell-Cardiol. 1999 jul; 31(7): 1337-44
(9) Ismail-Beigi et al Regulation of glucose transport by hipoxia AM. J. Kidney Dis,1999 jul; 34(1): 189-202
(10) Reinicke K. et al Expression of the hexose transporters Glut1 and Glut2 during the early development of the human brain Brain-res. 1999 apr 3; 824(1): 97-104
(11) Kuo CH, Ivy et al. “Effect of carbohydrate supplementatio on post exercise GLUT4 protein expression in skeletal muscle” J Appl Physiol 1999 dec, 87(6) : 2290-5
(12) Ivy JL et al. “Attenuating the decline in ATP arrests the exercise training induced increases in muscle Glut4 protein and citrate synthase activity”Acta Physiol Scand 1999 Jan: 165(1): 71-9
(13) Ivy JL , Kuo CH “Regulation of Glut4 protein and glycogen synthase during muscle glycogen synthesis after exercise” Acta Physiol Scand 1998 Mar; 162(3): 295-304
(14) Ivy JL et al. “Exercise training reverses insulin resistance in muscle by enhanced recruitment of GLUT-4 to the cell surface”. Am J Physiol 1997 May; 272 (5 Pt 1): E864-9.
(15) Ivy et al “Fiber type-specific effects of clenbuterol and exercise training on insulin-resistant muscle” J Appl Physiol 1995 Jul;79 *1): 163-7.
(16) Ivy et al “Glucose uptake an GLUT-4 protein distribution in skeletal muscle of the obese Zucker rat. Am J Physiol 1994 Jul; 267 (1 Pt 2): R236-43.
(17) Ivy JL et al “Effect of chronic electrical stimulation on glut4 protein content in fast twitch muscle”Am J Physiol 1993 Apr; 264 (4 PT2) : R 816-9
(18) Nakatami et al “Effect of endurance exercise training on muscle glycogen supercompensation in rats”J. Appl. Physiol. 82:711-715, 1997
(19) H. Host, Hollosky et al “Rapid reversal of adaptative increases in muscle Glut4 and glucose transport capacity after training cessation”J. Apll. Phisiol. 84(3): 798-802,1998
(20) kuo,Ivy et al. “Efect of carbohydrate supplementation on postexercise GLUT-4 protein expression in skeletal muscle”J. Appl. Physiol. 87(6):2290-2295,1999
(21) Ho Y, Yang, De Vivo “Methylxantines potentiate Glut1, haploinsuficiency in vitro”Pediatr.Res 50(2):254-60, Ag. 2001
(22) Gaster M et al “Glucose transporters expression in human skeletal muscle fiber” Am. J. Physiol. Endoc. Metab. 279(3):E529-38,sept.2000.
(23) Stephenson K, Haspel H et al Ïnhibition of glucose transport and direct interactions”Biochem. Pharmac. 60(5):651-9, sept 2000.
(24) Scholtka B et al. Äcute increase stimulated by PGE2 in glucose absorption”Internat. Journal of Gastroen. And hepatology 44(4):490-6 Ap,1999
(25) Daugaard J. Ritcher E. “relationship between muscle fibre composition, Glut4 and exercise training: possible consequences in NIDDM”Acta Physiol Scan, 171(3):267-76, mar 2001
(26) Ryder J et al “Intracellular mechanisms underlying increases in glucose uptake in response to insulin or exercise in skeletal muscle”Acta-Physiol-Scand, 171(3):249-57, Mar 2001
(27) Gautier J., Mauvais-Jarvis F. “Physical exercise and insulinosensibilite” Diabetes-Metab 27(2-2):255-60 Apr 2001
(28) Kawanaka K, Notle L, Han D, Hansen P, Holloszy J “Mechanisms underlyin impaired Glut4 traslocation in glycogen supercompensated muscles of exercised rats”Am. J. Physiol.Endocrin-Metab 279(6):E1311-8, Dec 2000
(29) Ryder J, Gilbert L, Zierath J “Skeletal muscle and insuline sensitivity: pathophysiological alterations” Front Biosci, 1(6): D154-63, feb 2001
(30) Musi N et al “AMP activated proteín kinasa (AMPK) is activated in muscle of subjects with type 2 diabetes during exercise” Diabetes 50(5):921-7 may2001
(31) Mac Lean, P. et al “Muscle glucose transporter (GLUT4) gene expression during exercise” Exerc-Sport-Science-Rev 28(4):148-52 Oct 2000
(32) Goodyear,L “AMP-activated protein kinase: a critical signaling intermediary for exercise-stimulated glucose transport?” Exerc-Sport-Science-Rev 28(3): 113-6; Jul 2000
(33) Jonsdottir,I et al “Muscle contractions induce interleukin-6-mRNA production in rat skeletal muscles” J- Physiol 528:1157-63, 2000 oct.
(34) Derave W. Et al “Muscle glycogen content affects insulin stimulated glucose transport and PKB activity” Am J Physiol. Endoc.Metab 279(5):E947-55 2000 Nov
(35) Gaster et al “Induction Glut1 protein in adult human skeletal muscle fibers” Am J Physiol. Endoc.Metab 279(5): E1191-5, 2000 Nov
(36) Greiwe,J, Holloszy J, SemenkovichC. “Exercise induces lipoprotein lipase and Glut4 protein in muscle independent of adrenergic receptor signaling” J Appl Physiol 89(1): 176-81, Jul 2000
(37) Taguchi T et al “Involvement of bradykinin in acute exercise induced increase of glucose uptake and Glut4 translocation in skeletal muscle: studies in normal and diabetic humans and rats” Metabolism 49(7): 920-30, Jul 2000
(38) Kim, C. Et al Ëffects of high-fat diet and exercise training on intracellular glucose metabolism in rats” Am J Physiol. Endoc.Metab 278(6): E977-84, 2000 Jun
(39) JAMA Vol 282(15):1433-39, 1999)
(40) Hargraves et al. “Effects of exercise on Glut4 and glycogenin gene expression in human skeletal muscle” J Appl Physiol 88(2):794-6, Feb 2000
(41) Young, L et al “Regulation of myicardial glucose uptake and transport durin ischemia and energetic stress”Am. J. Cardiol 83(12ª):25H-30H; 1999 Jun
(42) Goodyear et al “Exercise and insulin cause Glut4 translocation in human skeletal muscle” Am J. Physiol 277(4-1): E733-41; Oct 1999
(43) Cox J et al Ëffect of aging on response to exercise training in humans: skeletal muscle Glut4 and insulin sensitivity” J Appl Physiol 86(6):2019-25; 1999 jun
(44) Kennedy J et al “Acute exercise induces Glut4 translocation in skeletal muscle of normal human subjects and subjets with type 2 diabetes” Diabetes48 (5):1192-7;1999 May
(45) Ferrara C et al “Short term exercise enhances insulin stimulated Glut4 translocation and glucose transport in adipose cells” J Appl Physiol. 85 (6):2106-11;1998 Dec
(46) Rogers S, Best J et al “Identification of a novel glucose transporter like protein Glut12”AJP Endoc. Metab 282(3):E733-8;March 2002
(47) Holloszy J et al “Increased Glut4 translocation mediates enhanced insulin sensitivity of muscle glucose transport after exercise” J Appl Physiol.85(4):1218-22;1998Oct.
(48) Ruiz M. “Diabetes Mellitus”2da. Edición. Edit. Akadia Cap2:25-30 Cap3:47-56;1994
(49) Stuart CH. Et al “Glut3 expression in human skeletal muscle” AJP Endoc Metab,279(4):E855-861,oct20000
(50) Fisher J., Nolte L et al “Activation of AMP kinasa enhances sensitivity of muscle glucose transport to insulin”AJP 282(1):E18-23,Jan2002
(51) Kristiansen S et al “Fructose transport and Glut5 protein in human sarcolemmal vesicles” AJP273(3):E543-8;Sep1997
(52) Roberts C et al “Exercise stimulated glucose transport in skeletal muscle is nitric oxide dependent” AJP273(1):E220-5; Jul 1997
(53) Phillips et al “Increments in skeletal muscle Glut1 and Glut4 after endurance training in humans” AJP270(3): E456-62; 1996 Mar
(54) Tarnopolski M. “Gender differences in carbohidrate loadin are related to energy intake” J Appl Physiol 91(1):225-30;Jul 2001
(55) Hayashi T, Wojtaszewki J, Goodyear L “Exercise regulation of glucose transport in skeletal muscle”AJP 273(6):E1039-51; Dec1 997
(56) Lombardi Ana et al “Hyperlactatemia reduces muscle glucose uptake and Glut4 mRNA while increasing PDH gene expression in rat”AJP276(5):E922-29; May 1999
(57) Zhi Ping Chen et al “AMPK signaling in contracting human skeletal muscle: acetyl-CoA carboxylase andf NO synthase phosphorylation”AJP279(5):E1202-6;Nov2000
(58) Joost and Thorens “The extended Glut family review”Mol Membr Biol18(4):247-56;Oct 2001
(59) B. Op Eijne, et al “Effect of oral creatine supplementation on human muscle Glut4 protein content after inmobilization”Diabetes 50:18-23, 2001
(60) Richter E. Kristiansen S et al “Sarcolemmal glucose transport and Glut4 transolation during exercise are disminished by endurance training” AJP 274(1):E:89-95, Jan 1998 .